
MNase-seq (マイクロコッカスヌクレアーゼ消化とディープシーケンシングの略)は、2006年にC. elegansゲノムのヌクレオソーム占有率を測定するために初めて開発された分子生物学的手法です。[ 1 ] [ 2 ] [ 3 ] [ 4 ]その後、2008年にヒトゲノムに適用されました。[ 2 ]しかし、「MNase-seq」という用語は1年後の2009年まで造語されていませんでした。[ 3 ]簡単に言うと、この手法は、黄色ブドウ球菌由来の酵素である非特異的エンドエキソヌクレアーゼであるマイクロコッカスヌクレアーゼを用いて、クロマチン上のタンパク質非結合領域であるDNAに結合し、切断しますヒストンやその他のクロマチン結合タンパク質(例:転写因子)に結合したDNAは、消化されずに残ることがあります。切断されていないDNAはタンパク質から精製され、様々な次世代シーケンシング法を用いて配列決定されます。[ 5 ]
MNase-seqは、クロマチンアクセシビリティの解析を通じてエピゲノムの状態を評価する4つの手法のうちの1つです。他の3つの手法は、 DNase-seq、FAIRE-seq、ATAC-seqです。[ 4 ] MNase-seqは主にヒストンやその他のクロマチン結合タンパク質に結合したDNA領域の配列決定に使用されますが、[ 2 ]他の3つは、それぞれデオキシリボヌクレアーゼI高感受性部位(DHS)のマッピング、[ 6 ]クロマチンタンパク質に結合していないDNAの配列決定、[ 7 ]マーカーの転置による緩くパッケージ化されたクロマチン領域の配列決定[ 8 ] [ 9 ]に一般的に使用されます。[ 4 ]
歴史
ミクロコッカスヌクレアーゼ(MNase)は1956年に黄色ブドウ球菌で初めて発見され、[ 10 ]タンパク質は1966年に結晶化され、[ 11 ] 1967年に特徴付けられました。 [ 12 ]クロマチンのMNase消化はクロマチン構造の初期研究の鍵となり、クロマチンの各ヌクレオソーム単位が約200bpのDNAで構成されていることを決定するために使用されました。[ 13 ]これは、オリンズとオリンズの「紐に通されたビーズ」モデルと並んで、[ 14 ]コーンバーグの基本的なクロマチン構造に関する考えを裏付けました。[ 15 ]追加の研究により、MNaseは約140bpより短いヒストン結合DNAを分解できず、 DNase IとIIは結合したDNAを10bpまで分解できることがわかりました。 [ 16 ] [ 17 ]これにより、最終的に約146bpのDNAがヌクレオソームコアを包み込み、[ 18 ]約50bpのリンカーDNAが各ヌクレオソームを接続し、[ 19 ] 10個の連続した塩基対のDNAが間隔をあけてヌクレオソームのコアにしっかりと結合していることが明らかになりました。[ 17 ]
ミクロコッカスヌクレアーゼ消化は、クロマチン構造の研究に使用されるだけでなく、1967 年に特性が明らかにされて以来、オリゴヌクレオチド配列決定実験にも使用されていました。[ 20 ] MNase 消化は、アデニンとチミンに富む領域を優先的に消化することから、酵母 ( Saccharomyces cerevisiae )ミトコンドリア DNA [ 21 ]やバクテリオファージDNA [ 22 ] [ 23 ]などのクロマチンを含まない配列を解析する研究でも使用されました。[ 24 ] 1980 年代初頭には、MNase 消化を使用して、成熟したSV40 [ 25 ]、ショウジョウバエ ( Drosophila melanogaster ) [ 26 ]、酵母[ 27 ] 、サル[ 28 ]などの染色体のヌクレオソーム位相と関連 DNA が決定されました。この消化法を用いてヒトの遺伝子発現におけるクロマチンアクセシビリティの関連性を研究した最初の研究は1985年に行われました。この研究では、ヌクレアーゼを用いて特定の癌遺伝子配列とクロマチンおよび核タンパク質との関連性を調べました。 [ 29 ] MNase消化を利用して配列決定やアレイ情報なしにヌクレオソームの位置を決定する研究は2000年代初頭まで続けられました。[ 30 ]
1990年代後半から2000年代初頭にかけて全ゲノム配列解析が出現したことで、精製されたDNA配列をS. cerevisiae [ 31 ] 、 Caenorhabditis elegans [ 32 ]、D. melanogaster [ 33 ] 、 Arabidopsis thaliana [ 34 ]、Mus musculus [ 35 ]、Homo sapiens [ 36 ]などの真核生物ゲノムと比較することが可能になった。MNase消化は、 S. cerevisiae [ 37 ]におけるゲノム全体のヌクレオソーム占有率の研究に初めて適用され、どのDNA領域にMNase耐性ヌクレオソームが豊富に含まれているかを決定するためのマイクロアレイによる解析が行われた。 MNaseベースのマイクロアレイ解析は、酵母ではゲノム全体規模で[ 38 ] [ 39 ]、ヒトでは限られたゲノム領域で[ 40 ] [ 41 ] 、ヌクレオソームの位置を決定するためによく利用され、転写不活性化の推論として使用することができます。
2006年に、次世代シーケンシングは初めてMNase消化と組み合わせられ、C.エレガンスのヌクレオソームの位置とDNA配列の好みが調べられました。[ 1 ] これは、あらゆる生物におけるMNase-seqの最初の例でした。
2008年、次世代シーケンシングがより広く利用可能になり始めた頃になって初めて、MNase消化とハイスループットシーケンシング、すなわちSolexa/Illuminaシーケンシングが組み合わされ、ヒトのゲノムワイドなヌクレオソームの配置が研究されました。[ 2 ] 1年後、ミクロコッカスヌクレアーゼ消化とクロマチン免疫沈降を組み合わせた「MNase-Seq」と「MNase-ChIP」という用語がようやく作られました。[ 3 ] 2006年の最初の応用以来、[ 1 ] MNase-seqは真核生物全体のヌクレオソーム占有率とエピゲノミクスに関連するDNAの深層シーケンスに利用されてきました。[ 5 ] 2020年2月現在、MNase-seqは依然としてクロマチンのアクセシビリティのアッセイに適用されています。[ 42 ]
説明
クロマチンは動的であり、DNA上のヌクレオソームの位置は様々な転写因子やリモデリング複合体の活性によって変化し、これらの部位での転写活性を概ね反映しています。ヌクレオソームに巻き付いたDNAは、一般的に転写因子がアクセスできません。[ 43 ]したがって、MNase-seqは、どの領域がヌクレオソームに結合しているかを直接決定することにより、DNAのどの領域が転写にアクセスできないかを間接的に決定するために使用できます。[ 5 ]
典型的なMNase-seq実験では、まず対象となる組織から真核細胞の核を単離する。次に、MNase-seqはエンドエキソヌクレアーゼであるミクロコッカスヌクレアーゼを用いて、真核生物のクロマチンのDNAのタンパク質非結合領域に結合・切断する。まず片方の鎖を切断・切除し、次に反平行鎖も切断する。 [ 3 ]クロマチンは必要に応じてホルムアルデヒドで架橋することができる。[ 44 ] MNaseは補因子としてCa 2+を必要とし、その最終濃度は通常1 mMである。[ 5 ] [ 12 ] DNA領域がヌクレオソームコア(ヒストンなど)またはその他のクロマチン結合タンパク質(転写因子など)に結合している場合、MNaseはDNAに結合して切断することができない。ヌクレオソームまたは DNA-タンパク質複合体はサンプルから精製することができ、結合した DNA は続いてゲル電気泳動および抽出によって精製することができる。精製された DNA は、ヌクレオソームから精製された場合は通常約 150 bp [ 2 ] 、他のタンパク質(例:転写因子)から精製された場合はそれより短い。[ 45 ]このため、ショートリードのハイスループットシーケンスはMNase-seq に最適である。なぜなら、これらの技術のリードは非常に正確であるが、長さが数百の連続した塩基対しかカバーできないからである。[ 46 ]シーケンスされたリードは、Bowtieなどのツールを使用して、参照ゲノムにアラインメントして、どの DNA 領域がヌクレオソームまたは目的のタンパク質に結合しているかを決定できる。[ 4 ] MNase-seq によって解明されたヌクレオソームの位置は、消化時の ゲノム発現[ 47 ]と調節[ 48 ]を予測するために使用できる。
拡張テクニック

MNase-ChIP/ CUT&RUNシーケンシング
最近では、転写因子がDNA 上のどこに結合するかを決定するために MNase-seq も実装されています。 [ 49 ] [ 50 ]従来のChIP-seqでは、解像度の品質、実験プロトコルの厳格さ、およびDNA の断片化に関する問題があります。[ 50 ]従来の ChIP-seq では通常、超音波処理を使用してクロマチンを断片化しますが、これにより、クロマチン領域が互いに凝縮して密接に結合するため、ヘテロクロマチン領域に偏りが生じます。 [ 50 ]ヒストンとは異なり、転写因子は DNA に一時的にしか結合しません。温度と洗剤の上昇を必要とする ChIP-seq の超音波処理などの他の方法では、因子が失われる可能性があります。CUT&RUN シーケンスは、MNase ベースの免疫沈降の新しい形式です。簡単に言うと、抗体でタグ付けされたMNase を使用して、その抗体が認識するエピトープを提示する DNA 結合タンパク質に特異的に結合します。消化は転写因子の周囲の領域で特異的に起こり、この複合体は核外に拡散し、顕著なバックグラウンドや超音波処理の複雑さを心配することなく得られる。この技術の使用には、高温や高濃度の洗剤は不要である。さらに、MNaseはエキソヌクレアーゼおよびエンドヌクレアーゼ活性によりクロマチン消化を改善する。細胞はSDS / Triton X-100溶液で溶解される。次に、MNase-抗体複合体が添加される。そして最後に、タンパク質-DNA複合体を単離し、その後DNAを精製・配列決定する。得られた可溶性抽出物には、50bp未満の断片が25倍濃縮されている。この濃縮度の増加により、費用対効果の高い高解像度データが得られる。[ 50 ]
シングルセルMNase-seq
シングルセルミクロコッカスヌクレアーゼシーケンシング(scMNase-seq)は、ヌクレオソームの位置を解析し、単一細胞のみを用いてクロマチンアクセシビリティを推測するために使用される新しい技術である。[ 51 ]まず、蛍光活性化セルソーティング(FACS)を用いて細胞を単一アリコートに分類する。[ 51 ]次に、細胞を溶解し、ミクロコッカスヌクレアーゼで消化する。単離されたDNAはPCR増幅にかけられ、目的の配列が単離され、解析される。[ 51 ]シングルセルアッセイにおけるMNaseの使用は、DNase I過敏部位や転写因子結合部位などの領域の検出を向上させる。 [ 51 ]
他のクロマチンアクセシビリティアッセイとの比較

MNase-seqは、クロマチンアクセシビリティと遺伝子発現への影響をより直接的に決定するための4つの主要な方法( DNase-seq、MNase-seq、FAIRE-seq、およびATAC-seq )の1つです。[ 52 ] 4つの技術はすべて、ヒストンテールの特定のマークが遺伝子の活性化または抑制を示すという推論に依存するChIP-seqとは対照的であり、[ 53 ]ヌクレオソームの位置を直接評価するのではなく、ヒストン修飾酵素機能の評価に有用です。[ 4 ]
MNase-seqと同様に、[ 2 ] DNase-seqは既存のDNAエンドヌクレアーゼ[ 6 ]と次世代シーケンシング技術を組み合わせてクロマチンアクセシビリティをアッセイすることで開発されました。[ 54 ]両方の技術は、それぞれの生物におけるヌクレオソームの位置に関する情報を確認するために、いくつかの真核生物で使用されており[ 4 ]、どちらもヌクレオソームから約140bpのDNAバンドを分離するという同じ原理に基づいています[ 2 ] [ 55 ]。転写因子情報を確認する場合は、より短いバンドを使用します[ 45 ] [ 55 ] 。最近、両方の技術は単一細胞シーケンシング用に最適化されており、これにより、両方の技術の大きな欠点の1つである、大量の細胞入力が必要になるという欠点が修正されています[ 56 ] [ 51 ]
十分な濃度であれば、DNase Iはヌクレオソームに結合したDNAを10bpまで分解できるが、ミクロコッカスヌクレアーゼはそれができない。[ 17 ]さらに、DNase-seqはDHSの同定に用いられる。DHSはDNase処理に過敏なDNA領域であり、多くの場合、調節領域(プロモーターやエンハンサーなど)を示唆する。[ 57 ] MNaseでは同等の効果は見られない。この違いから、DNase-seqは主に調節領域を直接同定するために利用されるのに対し、MNase-seqは転写因子とヌクレオソーム占有率を同定し、遺伝子発現への影響を間接的に推測するために使用される。[ 4 ]
FAIRE-seqはDNase-seqよりもMNase-seqと大きく異なります。[ 4 ] FAIRE-seqは2007年に開発され[ 7 ]、3年後には次世代シーケンシングと組み合わせてDHSを研究しました。[ 58 ] FAIRE-seqは、ホルムアルデヒドを使用して標的タンパク質とDNAを架橋し、その後、超音波処理とフェノール-クロロホルム抽出によって架橋されていないDNAと架橋されたDNAを分離します。架橋されていないDNAはシーケンスされ、解析されるため、オープンクロマチンを直接観察することができます。[ 59 ]
MNase-seqは、FAIRE-seqほど直接的にクロマチンアクセシビリティを測定しません。しかし、FAIRE-seqとは異なり、必ずしもクロスリンクを必要としません[ 5 ]。また、超音波処理にも依存しません[ 4 ]。しかし、フェノール抽出やクロロホルム抽出が必要になる場合があります[ 5 ]。FAIRE-seqの他の3つのクラスと比較した2つの大きな欠点は、10万個の細胞という最小入力値が必要であることと、クロスリンクに依存していることです[ 7 ] 。クロスリンクは、DNAと一時的に相互作用する他のクロマチン結合タンパク質に結合する可能性があり、そのため、水相から回収して分析できる非クロスリンクDNAの量が制限されます。[ 52 ]そのため、FAIRE-seqから得られる全体的な解像度はDNase-seqやMNase-seqよりも比較的低くなる可能性があり[ 52 ]、10万細胞という要件があるため[ 7 ] 、DNase-seq [ 56 ]やMNase-seq [ 51 ]の単一細胞相当の方がはるかに魅力的な代替手段となります。[ 4 ]
ATAC-seqは、クロマチンアクセシビリティアッセイの中で最も最近開発されたクラスである。[ 8 ] ATAC-seqは、過剰活性トランスポゾンを用いて、特定のアダプターを持つ転位マーカーをクロマチンのオープン領域に挿入する。このマーカーは、プライマーと結合してシーケンシングすることができる。その後、PCRを用いて挿入されたトランスポゾンに隣接する配列を増幅することで、クロマチン構造の変化を引き起こすことなく、オープンクロマチン配列を決定することができる。[ 8 ] [ 9 ] ATAC-seqは、凍結サンプルを含む他の真核生物の中でも、ヒトにおいて有効であることが証明されている。[ 60 ] DNase-seq [ 56 ]やMNase-seqと同様に、 [ 51 ] ATAC-seqのシングルセルバージョンも開発され、成功した。[ 61 ]
ATAC-seqは、クロマチンアクセシビリティの評価において、MNase-seqに比べていくつかの利点があります。ATAC-seqは、ミクロコッカスヌクレアーゼのさまざまな消化にも依存せず、架橋やフェノールクロロホルム抽出も必要としません。[ 5 ] [ 9 ]通常、クロマチン構造が維持されるため、ATAC-seqの結果を使用して、MNase-seqを介して間接的にではなく、クロマチンアクセシビリティを直接評価できます。また、ATAC-seqは数時間以内に完了できますが[ 9 ]、他の3つの手法では通常、一晩のインキュベーション期間が必要です。[ 5 ] [ 6 ] [ 7 ] MNase-seqと比較したATAC-seqの2つの主な欠点は、より高いシーケンスカバレッジが必要なことと、ミトコンドリアDNAと核DNAの両方へのDNAの非特異的挿入によるミトコンドリアコンタミネーションの蔓延です。[ 8 ] [ 9 ]これらの小さな欠点にもかかわらず、他の方法よりもATAC-seqの使用が普及しつつあります。[ 4 ]
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